一、血清8型鸭疫里墨氏杆菌在我国的发现及其病原特性研究（论文文献综述）
任晓梅[1]（2021）在《鸭疫里默氏杆菌生物素合成相关基因的鉴定及功能研究》文中研究表明鸭疫里默氏杆菌（Riemerella antipestifer）属黄杆菌科、黄杆菌属,革兰氏阴性菌,无鞭毛,不形成孢子。主要感染鸭、火鸡、鹅等,感染动物出现腹泻、嗜睡、呼吸道和神经症状,严重感染可引起鸭死亡,属于高致病性的禽病,对我国养鸭业造成了重大经济损失。截目前临床上大多采用各种抗生素预防和控制R.antipestifer感染,这就加速了耐药菌株的出现。一旦在鸭群中发生感染,这种细菌就会成为地方病,反复发生感染,根除变得困难。为了有效预防和控制R.antipestifer感染,近年来研究者们对R.antipestifer感染的分子机制进行了深入研究。已发现的毒力因子包括外膜蛋白、脂多糖、铁代谢、生物膜形成等。在之前研究中,我们通过随机转座子筛选到一株AS87＿RS05355基因突变株的致病性与野生株Yb2相比减弱了2,040,000倍,生物信息学分析预测AS87＿RS05355基因编码Bio B蛋白,命名突变株为Yb2Δbio B。本研究首先对Yb2Δbio B突变株生物学特性进行了鉴定,发现Yb2Δbio B不能在缺乏生物素的培养基中生长、生物素依赖酶的表达量降低、乙酰辅酶A含量降低,证明AS87＿RS05355基因与生物素合成相关;同时与野生株相比,突变株Yb2Δbio B细胞壁的渗透性发生改变,抵抗消毒剂的能力减弱,提示细胞壁脂质改变可能引起细胞对消毒剂的敏感性增加;对其差异代谢物测定发现,bio B基因缺失主要引起代谢物氨基酸改变。突变株Yb2Δbio B感染樱桃谷鸭后,血液载菌量在感染后12小时开始下降,24小时已检测不到菌,这与体外测定对血清的抵抗力减弱结果相一致,说明突变株Yb2Δbio B对宿主不能建立感染。以上结果表明,AS87＿RS05355基因缺失破坏细菌体内生物素的合成,进而引起氨基酸、脂质代谢的改变,引起毒力明显下降,说明AS87＿RS05355基因对于R.antipestifer建立全身感染至关重要。为了研究生物素在体内合成的调控机制,本研究鉴定出两个与生物素合成调控相关的基因AS87＿RS05840和AS87＿RS09325。AS87＿RS05840编码缺乏N端螺旋-转角-螺旋DNA结合结构域的Bir A蛋白,通过序列比对分析发现,Bir A蛋白属于Ⅰ型生物素蛋白连接酶,只具有催化生物素连接至受体蛋白的功能,而不具有调控生物素合成的功能。通过体外酶学反应,证明Bir A能够催化生物素连接至受体蛋白Acc B;EMSA试验进一步证明Bir A不能与生物素合成操纵子结合,证明不能发挥转录抑制功能调控生物素体内合成。进一步探究发现,AS87＿RS09325基因编码螺旋-转角-螺旋转录因子（xenobiotic response element family,XRE）,命名为Bio X,EMSA试验证明Bio X能够与生物素合成操纵子结合,q PCR结果表明bio X基因能够调控生物素合成相关基因的表达。同时,我们的结果也表明缺失株Yb2Δbio X毒力减弱500倍。本研究定义了一种新的调节机制,XRE家族因子Bio X作为抑制因子调控生物素的合成。为了研究生物素合成受损的下游产物对毒力影响作用机制,我们从之前突变株Yb2Δbio F与野生株Yb2的转录组测序结果中发现了下调表达蛋白WP＿004917605,该蛋白由AS87＿RS06700基因编码,基因注释为酰基辅酶A硫酯酶。通过构建Yb2ΔAS87＿RS06700缺失株,对其毒力进行测定发现,缺失株较野生株没有明显毒力下降,说明生物素合成受损未通过AS87＿RS06700基因的下调表达从而影响毒力,关于AS87＿RS06700基因在体内的功能还有待进一步探究。
邢娟娟[2]（2020）在《基于CRISPR序列分型的鸭疫里默氏杆菌疫苗菌株筛选方法的建立及应用》文中研究说明鸭疫里默氏杆菌（Riemerella anatipestifer,RA）属接触类传染性疾病,感染多数禽类,发病后造成纤维素性心包炎、肝周炎、气囊炎和脑膜炎等症状。侵害1-8周龄鸭,对养鸭业造成极大威胁。本研究旨在建立一种高效疫苗菌株筛选方法,和传统疫苗菌株筛选方法相比大幅度降低了工作量和成本,为疫苗研制工作提供有力的技术手段。具有强致病力的菌株通常免疫保护效果较好,在某种细菌研究背景知识模糊,毒力因子尚不明确时,疫苗菌株的筛选方法通常的是,依次对各个分离株进行毒力的测定,常用不同剂量的细菌感染动物,通过测定最小致死量（MLD）或半数致死量(LD50),还可以用最小感染量（MID）或半数感染量(EID50)来评价。这些方法都需要将临床分离的细菌一一测定,工作量较大,比较费时费力,限制了对比菌株的数量。因此建立一种高效疫苗菌株筛选方法对疫苗研制工作有举足轻重的影响。本研究方法以鸭疫里默氏杆菌为例,以某集团实验室保存的若干RA菌株为样本,利用鸭疫里默氏杆菌的CRISPR序列作为识别标签,设计引物RAC2-F/RAC2-R并能够成功扩增不同血清型RA的CRISPR序列,效率达94.74%;在此基础上建立了混合菌株感染的攻毒模型;为确定优势菌种突破鸭血脑屏障的最快速时间,混合感染后梯度设置从鸭脑部分离RA时间,分别为3h、6h、9h、12h,综合评价平板上分离RA效率和RA生长情况,攻毒后分离RA的时间确定为6h;利用3个不同血清型的4个RA菌株进行预试验,筛选优势菌种效率达100%。随后以1型RA菌株为例,进行了A-D 4组平行试验,各组最优势菌种为FJ-HJH、FJ-LYP、GD-DCR、R9,最优势菌种在各组分离RA的占比分别为83.3%、75%、100%、77.8%,筛选效率理想。为探究筛选出的优势菌种与毒力间是否存在对应关系,分别对四组最优势菌种进行LD50测定,FJ-HJH、FJ-LYP、GD-DCR、R9的LD50值分别为3.40×105、1.15×106、1.91×104、1.43×105 CFU/只;并将四株最优势菌种再次混合感染鸭,结果显示分离RA菌株序列与GD-DCR序列一致性达77.8%,与R9一致的序列占比11.1%,与FY-HJH一致的序列占比11.1%。筛选效率与菌株毒力呈现对应关系,可得出结论,优势菌株毒力较强;为探究菌株毒力与耐药性间关系,选取优势菌种与组内随机挑选出的其他菌种进行药敏试验,结果显示并无显着差异,从本研究结果显示毒力强弱与耐药性间可能无关联。综上所述,本研究成功建立起基于CRISPR序列分型的鸭疫里默氏杆菌疫苗菌株筛选方法,筛选效率较理想,为高效筛选疫苗菌株提供有力的技术手段;本试验所筛选的优势菌株可应用到鸭疫里默氏杆菌疫苗研发制备工作中;验证了优势菌种为强毒力菌株,在鸭的免疫反应中,优先突破血脑屏障;并且探究了菌株毒力与耐药性之间的联系。
韩文龙[3]（2020）在《鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体的制备及其免疫胶体金检测试纸条研制》文中提出鸭疫里默氏杆菌（Riemerella anatipestifer）是一种重要的细菌性致病菌,可引起雏鸭感染发病或死亡。已报道的鸭疫里默氏杆菌血清型有21种,其中血清1、2、10型是国内优势血清型。外膜蛋白A（OmpA）是鸭疫里默氏杆菌的重要免疫原性蛋白,在不同血清型中保守性良好。为制备鸭疫里默氏杆菌的免疫胶体金检测试纸条,本研究选用OmpA蛋白作为抗原免疫BALB/c小鼠制备单克隆抗体。将免疫小鼠脾细胞与骨髓瘤细胞SP2/0融合后,用间接ELISA方法筛选阳性杂交瘤细胞株,经腹腔注射BALB/c小鼠制备单克隆抗体。通过单克隆抗体效价及稳定性测定,秋水仙素法进行杂交瘤细胞的染色体分析以及Western blot法鉴定单克隆抗体特异性,共获得3株稳定分泌抗鸭疫里默氏杆菌OmpA的单克隆抗体,分别命名为2D5、2A6、4H8。3株单克隆抗体亚型均鉴定为IgG2a,腹水效价均测定为1:2048000;3株单克隆抗体均与鸭疫里默氏杆菌血清1型RA-CH3株、血清2型RA-NJ3株和血清10型RA-HXb2株发生特异性反应,与大肠杆菌、沙门菌和多杀性巴氏杆菌等其他禽致病菌不发生交叉反应,表明本研究制备的3株单克隆抗体具有良好的抗体效价和特异性,可用于鸭疫里默氏杆菌免疫胶体金检测试纸条的研制。对上述3株单克隆抗体进行的筛选实验,选择单克隆抗体2D5和2A6用作胶体金试纸条的金标抗体和捕获抗体（检测线）,将山羊抗鼠IgG抗体包被于硝酸纤维素膜（NC膜）作为控制线,建立了一种用于快速检测鸭疫里默氏杆菌的免疫胶体金检测试纸条,可检测菌液培养物和感染鸭心脏中的鸭疫里默氏杆菌。金标抗体2D5的最佳标记pH是10.0,最佳蛋白标记量是18μg/mL。该试纸条特异性强,可用于鸭疫里默氏杆菌的检测,与大肠杆菌、沙门菌和多杀性巴氏杆菌均不出现交叉反应;灵敏度高,检测限度为1.0×106 CFU;性状稳定,4℃条件下能保持稳定至少8个月;反应时间短,15 min内完成反应。对临床样品的检测结果表明该试纸条对感染鸭心脏组织样品的检出率高于组织样品的细菌分离鉴定。综上所述,本研究成功研制了鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体和免疫胶体金检测试纸条;研制的试纸条可用于细菌培养物中鸭疫里默氏杆菌的检测和鸭疫里默氏杆菌感染病鸭的临床快速诊断。
万建邦[4]（2019）在《鸭疫里默氏菌CH-2株G1481936基因功能研究》文中进行了进一步梳理鸭疫里默氏菌是导致鸭浆膜炎的重要病原,感染发病后,其主要病理特征是纤维素性心包炎、肝周炎和气囊炎,给全球养鸭业造成重大经济损失。双组份系统能够辅助细菌应对多种刺激,如渗透压变化、抗生素、温度、氧气压力等,同时,参与调控毒力、抗生素耐药等生理过程。目前对鸭疫里默氏菌双组份调控相关基因研究有限。为此,本研究主要针对鸭疫里默氏菌的双组份调控基因G148-1936进行研究,结果如下:1.双组份调控系统的生物信息学分析利用双组份调控系统预测网站对NCBI已公布的31株鸭疫里默氏菌进行预测分析,发现双组份调控系统在鸭疫里默氏菌中广泛存在。对G148-1936基因编码的蛋白进行保守结构域分析,发现其含有OmpR保守结构域,属于YesN超家族,是一个具有信号受体结构域的DNA结合应答调控因子。2.G148-1936基因缺失株及回补株的构建通过同源重组将目的基因成功替换,获得缺失株RA-CH-2ΔG148-1936。利用大肠杆菌-鸭疫里默氏菌穿梭质粒pLMF02构建重组质粒,导入E.coli DH5α中,鉴定后抽提重组质粒,导入G148-1936基因缺失株,成功构建回补株RA-CH-2CΔG148-1936。3.G148-1936基因的功能研究在生长曲线测定、生化反应、血清杀菌试验、沉降曲线测定、半数致死量测定、组织学变化观察一系列表型相关试验中,发现缺失鸭疫里默氏菌G148-1936基因未对菌株表型造成明显变化。干燥耐受试验中,亲本株,缺失株,回补株存活率均不高（分别为52.15%、23.76%、44.97%）,缺失株存活率比亲本株更低;最小抑菌浓度试验发现缺失株对β-内酰胺酶类抗生素敏感性增强。4.G148-1936基因缺失株转录组测序分析对缺失株进行转录组测序,差异表达基因分析,缺失株中显着性差异表达基因总数429个,其中上调基因177个,下调基因252个,即超过RA-CH-2菌株总基因数的1/5的基因都显着性差异表达。GO富集分析显示差异表达基因在生物过程、分子功能、细胞组份三个大类中均有不同程度的富集;KEGG通路富集显示在56个通路上均有差异基因富集,富集分析表明G148-1936基因对鸭疫里默氏菌的基因转录具有调控作用。结合干燥耐受试验和抗生素敏感性试验分析转录组测序结果,表明基因G148-1936可通过控制细菌膜组成成分的改变,及其应答刺激和抗氧化活性的能力来应对干燥环境,同时,参与β-内酰胺酶类抗生素耐药的调控。
易海波[5]（2018）在《鸭疫里默氏菌荚膜合成基因wza及wzc功能初探》文中研究说明鸭疫里默氏菌（Riemerella anatipestifer,RA）是严重危害养鸭业的重要病原,我们在开展RA CH-1株基因组功能注释时,发现编码B739-1124和B739-1125蛋白的基因具有多糖输出蛋白（wza）和多糖共聚酶蛋白（wzc）基因的生物信息学特性,为探究RA wza和RA wzc基因功能,我们通过基因缺失等方法开展系列研究,主要内容和结果如下:1.鸭疫里默氏菌wza及wzc基因缺失株的构建及生物学特性测定通过同源重组构建RA CH-1株的wza基因缺失（RA CH-1Δwza）株、wzc基因缺失（RA CH-1Δwzc）株、wza和wzc双基因缺失（RA CH-1Δwzac）株及对应的缺失回补株（cRA CH-1Δwza株、cRA CH-1Δwzc株）,对wza及wzc基因缺失后RA的生物学特性检测,结果表明:（1）RA在TSA固体培养基生长形成的菌落由起隆、表面湿润、有光泽菌落变为扁平、表面粗糙菌落,且菌落直径变小,菌落黏液化特性消失;（2）印度墨汁染色结果显示,荚膜结构不完整或未能形成荚膜;（3）透射电镜下,可观察到荚膜变薄甚至消失;（4）生长繁殖的速度减缓,进入各生长周期的时间均往后推延2 h左右;（5）经过蛋白酶K处理、SDS-PAGE电泳及银染等方法鉴定,wza、wzc参与RA的荚膜多糖（CPS）合成而不是脂多糖（LPS）的合成;（6）Percoll密度梯度离心证实其浮力密度增强;（7）抗干燥、抗氧化（H2O2）能力显着降低。相应的回补株能够使缺失株的以上生物学特性得以恢复至野生株（RA CH-1）水平或接近野生株水平。2.wza及wzc基因缺失对鸭疫里默氏菌表面性质的影响细菌表面疏水性与自动聚集能力是影响细菌菌体黏附力的重要因素,其中荚膜是位于菌体表面的物质,是决定细菌表面疏水与自动聚集能力强弱的因素之一。为探究wza或wzc基因缺失对RA表面性质的影响,采用碳氢化合物黏着法测定了表面疏水性、沉降法测定自凝集能力、试管和96孔板培养后结晶紫染色进行生物膜定性和定量测定。结果表明:（1）RA CH-1Δwza株的表面疏水性（26.10%）及RA CH-1Δwzc株的表面疏水性（27.59%）较RA CH-1株的表面疏水性（14.36%）显着提高（p<0.001）,表明wza或wzc基因的缺失影响了具有很好的亲水性的荚膜多糖的输出,从而导致表面疏水性的增强;（2）经过12 h沉降,RA CH-1Δwza株及RA CH-1Δwzc株的OD600值分别为0.20和0.21,而RA CH-1株OD600值为0.90,表明wza或wzc基因缺失后自动凝集能力显着提高（p<0.001）;（3）试管和96孔板气液交界的培养物,wza、wzc和wzac基因缺失株经过结晶紫染色后能够清楚地观察到形成的生物膜,而野生株、回补株无明显生物膜形成,测定OD595值分析表明wza或wzc基因缺失后RA的生物膜形成能力显着增强（p<0.001）。3.wza或wzc基因缺失对RA致病力的影响细胞黏附与入侵能力、半数致死量(LD50)、致感染宿主发病及组织损伤和病变的能力等,是判定细菌致病力的重要指标。对wza、wzc和wzac基因缺失后RA的这些指标检测结果表明:（1）对Vero细胞的黏附细菌数、入侵细菌数均显着（p<0.001）高于野生株,表明黏附和入侵能力增强:（2）感染7日龄雏鸭后,RA CH-1Δwza株(LD50为1.99×10100 CFU)及RA CH-1Δwzc株LD50为1.26×10100 CFU),分别较野生株(LD50为7.94×107 CFU)毒力分别下降250倍和159倍;（3）感染7日龄雏鸭后1d、3d和5d的血液中均分离不到相应缺失株,而野生株的血液载菌量达到106-108 CFU/mL;（4）感染7日龄雏鸭,野生株感染后的雏鸭的肝索结构紊乱、肝细胞坏死、肿胀、细胞核浓缩,并出现弥漫性脂肪变性,心脏心外膜增厚水肿、表面有纤维素渗出物,脑实质内血管明显扩张充血、其间可见炎性细胞弥散性浸润、血管周围可见淋巴细胞和胶质细胞形成的“管套”现象,而各缺失株感染后的雏鸭的肝、脑、心脏组织病变不明显,表明对雏鸭致致病变能力显着下降;（5）在50%正常鸭血清中不能存活。当wza、wzc基因回补后,以上特性可恢复至野生株水平。因此,wza和wzc基因缺失后,RA对Vero细胞的黏附与入侵的能力均显着增强,但感染鸭后更容易被宿主介导的补体杀伤,对宿主鸭的致病能力减弱。4.Wzc蛋白的酪氨酸磷酸化及Wzc与Wza互作初探构建的截短pET-28a（+）-Wzc E521-F765和pET-28a（+）-Wzc E521-F790表达质粒分别转入至转化到表达宿主菌E.coli BL21（DE3）后,结果证实均为可溶性表达。其中,Wzc E521-F765为不含C端酪氨酸富集区的片段,不能被特异性磷酸化酪氨酸单克隆抗体4G10所识别;Wzc E521-F790为含有C端酪氨酸富集区的片段,能被特异性磷酸化酪氨酸单克隆抗体4G10所识别,因此,Wzc磷酸化位点均位于C端酪氨酸富集区域。化学交联法证实,Wza和Wzc能发生相互作用。综上:RA wza及wzc基因缺失影响了荚膜的输出和细菌的生长,导致表面疏水性、自凝集能力、生物膜形成能力增强,降低了致病性,Wzc蛋白C端酪氨酸富集区域是主要的磷酸化位点,Wzc与Wza发生相互作用参与荚膜多糖的合成与输出。
魏新秀[6]（2018）在《鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）生产工艺的研究》文中提出鸭传染性浆膜炎和鸭大肠杆菌病是鸭的两种最主要细菌性疫病,两者在临床上发病年龄、症状和剖检变化等及其相似,并常以混合感染的形式出现,发病率和死亡率高。目前发病采取主要药物治疗措施,但因细菌耐药性问题导致治疗效果不佳,而且极易造成药物残留的食品安全风险,因此,采用疫苗防控是必然选择。本实验是在完成“鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）”实验室研究的基础上,为优化该疫苗生产工艺开展的研究工作。本实验分四个步骤,分别从培养基筛选、发酵工艺研究、浓缩工艺研究和灭活工艺研究方面进行。1、培养基筛选研究:采用改良马丁汤培养基、TB、酵母肉汤和P-L肉汤四种培养基,对CZ12株和SH株进行增菌培养同步对比试验,分别测定培养后12h、14h、16h、18h、20h、22h和24h培养液中的活菌数。目的是为筛选一种制备简便、成本低廉、增菌效果好的培养基,为鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）工业化大生产做准备。结果表明,改良马丁汤培养基和TB的增菌效果均高于酵母肉汤和P-L肉汤培养基,且二者没有明显差异。经改良马丁汤培养基培养,CZ12株在20～24h细菌增殖到最高水平,活菌数可达到5.2×109～8.1×109 CFU/ml,SH株在培养16～20h细菌增殖到最高水平,活菌数可达到9.5×1010～1.4×1010 CFU/ml。因改良马丁汤培养基成本较低、配制简便,确定为该疫苗的生产用培养基。2、发酵培养工艺研究:在5L发酵罐上分别研究了鸭疫里氏杆菌CZ12株和大肠杆菌SH株发酵培养工艺。确定了菌种的接种量为1%,搅拌通气培养,培养基pH值7.2,鸭疫里氏杆菌CZ12株活菌数可达6.0～8.0 ×109CFU/ml,大肠杆菌SH活菌数可达1.2～1.45×1010CFU/ml,确定了两种菌株培养工艺。3、浓缩工艺研究:采用超滤浓缩方法和连续离心沉降法将鸭疫里氏杆菌CZ12株和大肠杆菌SH株培养物浓缩。对采用不同浓缩工艺制备的鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗的物理性状、安全性和免疫效力等方面进行比较,进一步衡量浓缩工艺的可行性。经试验表明,两种方法均可作为规模化生产的浓缩工艺技术。4、灭活工艺研究:将CZ12株和SH株抗原原液、浓缩液,用不同甲醛溶液浓度0.1%、0.3%、0.5%,置37℃下灭活,不同时间分别取样,进行灭活检验。试验结果表明:鸭疫里氏杆菌CZ12株抗原浓缩液用浓度为0.3%的甲醛溶液,37℃作用16h方可灭活完全;大肠杆菌SH株抗原浓缩液用浓度为0.5%的甲醛溶液,37℃作用至16h方可灭活完全。所以,为了保证抗原能灭活彻底,将鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）灭活工艺设定为:鸭疫里氏杆菌CZ12株按菌液总量的0.3%加入甲醛溶液,大肠杆菌SH株按菌液总量的0.5%加入甲醛溶液,置37℃灭活24h,每隔2h充分震摇或搅拌一次。
丁云竹[7]（2017）在《鸭疫里默氏杆菌双重PCR方法的建立及50S L27转座子插入突变株的部分生物学特性分析》文中研究指明鸭疫里默氏杆菌感染（Riemerella anatipestifer infection）是目前危害养鸭业的主要疾病之一,主要感染鸭、鹅等多种禽类的接触性传染疾病,又称为鸭传染性浆膜炎。该病是由黄杆菌科里默氏杆菌属的鸭疫里默氏杆菌引起的,感染鸭会出现生长缓慢,消瘦,饲料转化率降低,肉品质下降,及高死亡率等症状,在养殖和疾病的治疗等方面给我国养鸭业带来巨大的经济损失。目前确认的鸭疫里默氏杆菌的血清型至少有21个,公布在GenBank上的就有9株鸭疫里默氏杆菌的全基因序列。鸭疫里默氏杆菌的编码基因超过2000个,而目前已研究的只有其中的极少数。现阶段控制鸭疫里默氏杆菌病的主要方法是注射疫苗和抗菌性药物,而绝大部分鸭疫里默氏杆菌菌株对卡那霉素有抗药性,因此本研究通过构建鸭疫里默氏杆菌的转座子随机突变库,来筛选和鉴定鸭疫里默氏杆菌对卡那霉素耐药相关的基因。试验一是根据鸭疫里默氏杆菌CH3株dnaB基因和16S rRNA的序列设计引物,构建了双重PCR检测方法。采用方阵法对双重PCR反应条件和反应体系进行优化改造,优化的反应退火温度为60℃。试验结果表明,该新型双重PCR技术能准确检验鸭疫里默氏杆菌,对检测的所有不同血清型鸭疫里默氏杆菌菌株均能扩增出364 bp和627 bp两条特异的目的片段,而对鸭致病性大肠杆菌、鸭源禽巴氏杆菌、肠炎沙门氏菌、黄杆菌等对照菌株的扩增结果均为阴性;该PCR方法对细菌HXb2基因组DNA和菌液的检测敏感性分别为17.33 ng/mL DNA和2.9×103CFU/mL细菌。利用建立的双重PCR检测了鸭疫里默氏杆菌感染鸭的肝脏和脑组织中的鸭疫里默氏杆菌,结果显示该方法与细菌分离法符合率分别为100%（9/9）和77.8%（7/9）,表明本试验建立的双重PCR方法可用于检测肝脏组织中鸭疫里默氏杆菌。本研究建立的双重PCR方法既可以对分离的鸭疫里默氏杆菌疑似菌株进行快速检测和鉴定,也可以直接用于临床样品中鸭疫里默氏杆菌的检测。试验二是鸭疫里默氏杆菌分离株的卡那霉素药敏试验。试验选取了贵州大学送检的17株鸭疫里默氏杆菌,进行双重PCR鉴定、血清学鉴定和药敏试验。结果表明,这些分别属于1、2、5和15型鸭疫里默氏杆菌;且所有分离自贵州大学不同血清型的鸭疫里默氏杆菌菌株都对卡那霉素耐受。此外,本实验室常用的鸭疫里默氏杆菌如CH3、HXb2、Yb2和WJ4等也均对卡那霉素耐受。试验三是将鸭疫里默氏杆菌的Yb2株为受体菌,将质粒pEP4351转入大肠杆菌BW19851,构建得到BW19851（pEP4351）作为供体菌,通过结合转导的滤膜接合转移法技术将质粒pEP4351导入受体菌鸭疫里默氏杆菌Yb2株中,使转座子Tn4351随机插入鸭疫菌株的基因组中。由于Tn4351上有红霉素抗性基因和Yb2对多黏菌素耐药,通过微量肉汤稀释法测定鸭疫和大肠杆菌BW19851对红霉素和多黏菌素的最小抑菌浓度（MIC）,以红霉素0.3μg/mL和多粘菌素125μg/mL进行阳性接合子的筛选。构建的随机突变库,通过卡那霉素抗性实验来对突变株进行筛选,初步寻找到鸭疫卡那霉素抗性减弱的突变株,对突变株的最小抑菌浓度进行检验,以确定突变株是否对卡那霉素失去耐药性或耐药明显减弱。对验证后的突变株结果观察,筛选到了卡那霉素耐药性明显减弱的突变株DK-2。采用基因组步移法扩增测定转座子的插入位点在核糖体50S的L27亚基。PCR扩增野生株的50S L27基因ORF,连入大肠杆菌-鸭疫里默式杆菌穿梭表达载体pRES51,得到互补质粒pRES-50S-L27,然后通过接合转导的方法将互补质粒导入突变株DK-2中,通过红霉素和多黏菌素抗性筛选和PCR检测鉴定,得到了互补菌株cDK-2。然后测定野生株、突变株和互补株的生长曲线和药敏试验。结果表明,野生株、突变株及其基因互补株的生长曲线差异不大;但DK-2的MIC比野生株Yb2和cDK-2低8倍左右。回复株cDK-2和野生株Yb2的卡那霉素药敏片直径为0,对kana是耐受的;而突变株DK-2的卡那霉素药敏片直径为10mm,表现对kana有低度敏感。另外,与野生株Yb2和互补株cDK-2相比,突变株DK-2对新霉素和利福平等抗生素的敏感性也增加。总之,本研究通过构建鸭疫里默氏杆菌Yb2株的Tn4351随机突变中,筛选到了与卡那霉素耐药性相关的基因50S L27。本研究对进一步研究鸭疫里默氏杆菌50S核糖体及50S L27亚基的功能等奠定了基础。
姜安安[8]（2015）在《两株鹅源鸭疫里默氏杆菌的分离鉴定及生物学特性研究》文中认为鸭疫里默氏杆菌病又称鸭传染性浆膜炎（Duck infectious serositis）,是由鸭疫里默氏杆菌（Riemerella anatipestifer,RA）引起的一种主要侵害鸭的细菌性传染病,该病发病率、死亡率都很高,严重影响全球养鸭业的经济效益。2013年7月和2014年4月安徽省内两鹅养殖场先后爆发雏鹅急性死亡的病例,患病雏鹅出现拉白色或绿色拉稀、脚掌发黄无血色、头颈扭曲震颤、共济失调等症状,甚至有部分病鹅未表现症状就急性死亡。对病死雏鹅剖检可见心脏、肝脏覆盖纤维素性渗出物,脑膜严重出血。根据临床的表现和剖检所见病理变化初步怀疑为鸭疫里默氏杆菌病。从患病雏鹅的脑部取样进行细菌分离,获得的单个菌落直径约1mm,凸起,湿润,光滑,呈露珠状,镜检为革兰氏染色阴性短小杆菌。通过使用PCR方法扩增分离菌株的16S rRNA后进行测序,序列比对结果显示,两株分离菌株与鸭疫里默氏杆菌同源性为99%,证实引起这两起雏鹅急性死亡疫病的病原菌为RA,分别命名为LAG1株和HFG1株。两株RA分离株的生化特性试验结果一致,二者均为触酶试验结果和脲酶试验结果阳性,不还原硝酸盐,不能液化明胶,多种糖微量反应试验、醇酵解试验、V-P试验、MR试验、吲哚试验结果均为阴性。通过血清凝集试验鉴定这两株鹅源RA均为血清15型。根据RA ompA基因序列的保守区设计引物,建立检测RA的PCR方法,敏感性试验表明所建立的PCR检测方法可检出213ng的RA的DNA。对抗生素的耐药性检测结果表明LAG1株和HFG1株RA对β-内酰胺类药物（d>18mm）,四环素类药物（d>16mm）,大环内酯类药物高度敏感（d>23mm）;对氯霉素中度敏感（17mm>d>13mm）;对氨基糖苷类药物耐药（d<11mm）。LAG1和HFG1对不良环境的抵抗力略有不同,在酸性条件下HFG1的耐受能力较强,而在碱性条件下LAG1的耐受力较强;在抵抗氧化剂方面H2O2对LAG1和HFG1的最小杀菌浓度（MBC）分别为40mM和20mM;在抵抗洗涤剂TritonX-100对LAG1和HFG1的最小杀菌浓度（MBC）均为0.004%。采用10倍倍比稀释的方法将菌液计数并稀释到含菌量为109、108、107、106、105、104和103CFU/mL的7个稀释度,采用腿部肌肉注射的方法攻毒7日龄樱桃谷鸭,测定LAG1和HFG1的半数致死量（LD50）,结果显示:LAG1株的LD50为7.75×103CFU;HFG1株的LD50为5.91×105CFU。将这两株RA分别制备油乳剂灭活苗免疫樱桃谷鸭测定其对血清1型WJ4、血清2型Yb2、血清10型HXb2及原菌株的免疫保护效率,结果显示LAG1株制备的灭活油乳剂疫苗在二次免疫14d后,对原菌株和10型HXb2的攻击可以提供较高的保护,保护率分别可以达到85.7%（6/7）和71.43%（5/7）,对血清1型WJ4、血清2型Yb2攻击的保护率很低均为14.2%（1/7）;。使用HFG1株所制备的灭活油乳剂疫苗对原菌株具有很好的保护率为85.7%（6/7）,对血清10型HXb2的保护力欠佳,为和57.14%（4/7）。对血清1型WJ4无保护力,对血清2型Yb2的保护率仅为14.2%（1/7）。结果对RA疫苗的研制提供一定的指导意义。
岳嘉苹[9]（2014）在《鸭疫里默氏杆菌毒力相关基因突变株的构建及其生物学特性研究》文中指出鸭疫里默氏杆菌病是由鸭疫里默氏杆菌（Riemerella anatipestifer, RA）引起的,广泛分布于世界各个养鸭国家的,目前最重要的传染病之一。RA菌株的血清型众多,目前为止,共报道有21个血清型,各血清型之间无交叉保护。本实验室前期进行的血清学研究结果表明流行菌株的优势血清型是血清1、2和10型。然而,我们对于鸭疫里默氏杆菌的分子致病机制还知之甚少。本研究检测了鸭疫里默氏杆菌（RA）10个基因在不同菌株间的分布并进行序列分析,研究其在不同菌株中的保守性。研究发现了3个鸭疫里默氏杆菌的具有高度保守性的基因：lipid A、 luxE和tctR;6个可能的血清型相关基因：TR、luxE、IS1、tctR、luxrl和TA；以及5个可能的毒力相关基因：cwaH、lipid A、luxE、IS1和tctR。同时,发现luxE基因既可能与细菌的致病性相关,又可能与细菌的血清型相关。因此,我们进一步研究了该基因对RA的生物学特性影响。本文采用同源重组的方法来构建鸭疫里默氏杆菌Yb2株的luxE基因缺失株Yb2△luxE和luxE基因回复株cYb2△luxE。具体方法为：通过PCR扩增鸭疫里默氏杆菌Yb2株luxE基因上下游的侧翼序列和ompA启动子序列,并按OmpA-luxE Left-luxE Right的顺序连接至自杀性质粒pDS132。扩增壮观霉素抗性基因,最终构建得到重组自杀性质粒pDS132-ompA promoter-L-S-R。通过结合转移的方法将重组自杀性质粒导入鸭疫里默氏杆菌Yb2中,通过发生同源重组使luxE基因被Spc替换。用Spc抗性来筛选缺失突变株从而获得luxE基因缺失株Yb2△luxE。基因缺失株Yb2△luxE的互补菌株cYb2△luxE是使用穿梭表达载体pCP29进行构建。我们对Yb2株的LuxE基因缺失株Yb2△luxE生物学特性进行研究：通过测量两株细菌的生长曲线发现,基因缺失株Yb2△luxE的生长速度略慢于野生株Yb2；通过进行动物试验发现,缺失株YYb2△luxE对鸭的LDso比野生株Yb2低90倍；同时,用缺失株Yb2△luxE接种雏鸭24h时血液中的细菌载量显着低于野生株Yb2；另外,缺失株Yb2△luxE对Vero细胞的入侵能力显着低于野生株Yb2。综上所述,我们研究发现luxE基因为一个的重要的毒力相关因子。为鸭疫里默氏杆菌病致病机制的进一步研究奠定基础。
王艳[10]（2013）在《鸭疫里默氏菌制苗菌株筛选及大罐发酵培养工艺条件优化》文中研究说明本研究以从某鸭场分离的11株鸭疫里默氏菌为基础，通过一系列试验在优势血清型菌株中选择致病力强且免疫原性好的作为研究对象，通过对比试验确定一种增菌效果较好的培养基，再利用单因素试验和正交试验进行鸭疫里默氏菌液体培养基配方的研究，探讨何种培养基成份最适宜鸭疫里默氏菌的生长，并把优化结果应用到高密度发酵培养中，进行发酵工艺的优化，为下一步研制优质、高效的疫苗打好基础。其主要研究内容如下。1.鸭疫里默氏菌分离鉴定及制苗菌株的筛选北京某鸭场送检的鸭传染性浆膜炎疑似病例开展了鸭疫里默氏菌的分离鉴定工作，并进一步进行了其致病性试验和免疫原性分析。结果显示，成功分离到11株细菌,并可以分为三个血清型，以Ⅰ型和Ⅱ型感染为主；攻毒试验表明11株分离株对14日龄樱桃谷雏鸭致病性差异较大，从4/10到10/10不等；免疫原性试验结果表明分离株JX-2、JX-6和JX-10制成的疫苗攻毒保护率均可以达到80%以上。故应考虑使用含此3种血清型的菌株制成多价苗对该养殖场进行预防接种。2.鸭疫里默氏菌液体增菌培养基的筛选及优化本研究对改良马丁肉汤、改良酵母肉汤、 P-L肉汤和胰胨大豆胨肉汤四种培养基的增菌效果进行了对比。结果表明，改良酵母肉汤的增菌效果在4种培养基中是最好的，测定细菌的生长曲线，JX-2株在改良酵母肉汤中培养24h时达生长最高峰，菌液活菌数可达166×108CFU/ml。再以改良酵母肉汤为基础培养基通过单因素试验和正交试验进行鸭疫里默氏菌液体培养基配方的优化，单因素试验结果表明水解乳蛋白、酵母浸液、大豆蛋白胨、猪胃消化液、裂解血、马血清等成分对菌液浓度的增长起到很大的作用；正交试验结果表明当选取20%酵母浸液5%；猪胃消化液10%；大豆蛋白胨5%；马血清5%时获得的菌液浓度最高。3.鸭疫里默氏菌高密度发酵培养工艺优化及验证本研究应用小型发酵罐，对影响鸭疫里默氏菌发酵的因子：通气（L/S.L）、转速（转/分）、培养基pH值等这3个因素进行3因素3水平正交实验，来进行鸭疫里默氏菌高密度发酵培养工艺优化，高密度发酵条件优化结果显示：通气0.1L/S.L；转速150转/分；培养基pH值7.4时所获得的活菌数及菌液浓度最高。利用优化配方和优化发酵工艺，在GMP生产车间大规模试生产3批次鸭疫里默氏菌半成品抗原，活菌数比优化之前提高约30%，因此本研究为大批量高密度发酵生产鸭疫里默氏菌抗原提供了试验依据。
二、血清8型鸭疫里墨氏杆菌在我国的发现及其病原特性研究（论文开题报告）
（1）论文研究背景及目的
此处内容要求：
首先简单简介论文所研究问题的基本概念和背景，再而简单明了地指出论文所要研究解决的具体问题，并提出你的论文准备的观点或解决方法。
写法范例：
本文主要提出一款精简64位RISC处理器存储管理单元结构并详细分析其设计过程。在该MMU结构中,TLB采用叁个分离的TLB,TLB采用基于内容查找的相联存储器并行查找,支持粗粒度为64KB和细粒度为4KB两种页面大小,采用多级分层页表结构映射地址空间,并详细论述了四级页表转换过程,TLB结构组织等。该MMU结构将作为该处理器存储系统实现的一个重要组成部分。
（2）本文研究方法
调查法：该方法是有目的、有系统的搜集有关研究对象的具体信息。
观察法：用自己的感官和辅助工具直接观察研究对象从而得到有关信息。
实验法：通过主支变革、控制研究对象来发现与确认事物间的因果关系。
文献研究法：通过调查文献来获得资料，从而全面的、正确的了解掌握研究方法。
实证研究法：依据现有的科学理论和实践的需要提出设计。
定性分析法：对研究对象进行“质”的方面的研究，这个方法需要计算的数据较少。
定量分析法：通过具体的数字，使人们对研究对象的认识进一步精确化。
跨学科研究法：运用多学科的理论、方法和成果从整体上对某一课题进行研究。
功能分析法：这是社会科学用来分析社会现象的一种方法，从某一功能出发研究多个方面的影响。
模拟法：通过创设一个与原型相似的模型来间接研究原型某种特性的一种形容方法。
三、血清8型鸭疫里墨氏杆菌在我国的发现及其病原特性研究（论文提纲范文）
（1）鸭疫里默氏杆菌生物素合成相关基因的鉴定及功能研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| abstract |
| 主要符号对照表 |
| 第一章 绪论 |
| 1.1 鸭疫里默氏杆菌的研究进展 |
| 1.1.1 鸭疫里默氏杆菌病 |
| 1.1.2 鸭疫里默氏杆菌病原学及分类 |
| 1.1.3 毒力因子 |
| 1.1.4 耐药性形成及机制 |
| 1.1.5 防治策略 |
| 1.2 生物素 |
| 1.2.1 生物素的合成 |
| 1.2.2 蛋白的生物素化 |
| 1.2.3 生物素合成的调控 |
| 1.3 硫酯酶 |
| 1.3.1 硫酯酶的分类 |
| 1.3.2 硫酯酶功能 |
| 1.4 本研究的目的与意义 |
| 第二章 鸭疫里默氏杆菌bioB基因对细菌毒力影响的研究 |
| 2.1 材料 |
| 2.1.1 菌株、质粒、细胞和培养条件 |
| 2.1.2 主要仪器设备及试剂 |
| 2.1.3 主要试剂及耗材 |
| 2.1.4 试剂配制 |
| 2.1.5 抗生素及使用浓度 |
| 2.1.6 引物设计 |
| 2.2 实验方法 |
| 2.2.1 互补株的构建 |
| 2.2.1.1 S17 感受态的制备 |
| 2.2.1.2 互补质粒的构建 |
| 2.2.1.3 接合转导构建回复株 |
| 2.2.2 原核重组质粒的构建 |
| 2.2.3 蛋白表达纯化 |
| 2.2.4 兔多抗的制备 |
| 2.2.5 生长曲线的测定 |
| 2.2.6 生物素化蛋白表达量的测定 |
| 2.2.7 乙酰辅酶A含量测定 |
| 2.2.8 细胞壁通透性测定 |
| 2.2.9 抵抗力测定 |
| 2.2.10 黏附入侵能力测定 |
| 2.2.11 血液载菌量测定 |
| 2.2.12 非靶向代谢组学 |
| 2.2.13 数据统计与分析 |
| 2.3 实验结果 |
| 2.3.1 互补株cYb2ΔbioB的构建 |
| 2.3.2 表达质粒的构建 |
| 2.3.3 蛋白表达纯化 |
| 2.3.4 bio B基因与生物素合成相关 |
| 2.3.5 Yb2ΔbioB细胞壁渗透性改变 |
| 2.3.6 Yb2ΔbioB抵抗力改变 |
| 2.3.7 Yb2ΔbioB黏附入侵能力增强 |
| 2.3.8 Yb2ΔbioB致病力降低 |
| 2.3.9 Yb2ΔbioB导致氨基酸代谢的改变 |
| 2.4 讨论 |
| 第三章 转录因子Bio X对鸭疫里默氏杆菌生物素合成的调控 |
| 3.1 材料 |
| 3.1.1 菌株、质粒、细胞和培养条件 |
| 3.1.2 主要仪器设备及试剂 |
| 3.1.3 主要试剂及耗材 |
| 3.1.4 抗生素及使用浓度 |
| 3.1.5 主要试剂的配制 |
| 3.1.6 引物设计 |
| 3.2 实验方法 |
| 3.2.1 原核质粒的构建 |
| 3.2.2 蛋白表达纯化 |
| 3.2.3 质谱鉴定 |
| 3.2.4 BirA蛋白连接酶功能 |
| 3.2.5 凝胶阻滞试验（EMSA） |
| 3.2.6 基因的共转录分析 |
| 3.2.7 5’RACE(rapid amplification of c DNA ends,RACE) |
| 3.2.8 Yb2Δbio X缺失株、c Yb2Δbio X互补株的构建 |
| 3.2.9 RNA的提取，RT-PCR及qRT-RCR分析 |
| 3.2.10 生长曲线测定 |
| 3.2.11 血液载菌量的测定 |
| 3.2.12 致病力的测定 |
| 3.2.13 数据统计与分析 |
| 3.3 实验结果 |
| 3.3.1 BirA蛋白的鉴定 |
| 3.3.2 BirA蛋白催化生物素连接至生物素蛋白 |
| 3.3.3 生物素合成操纵子的研究 |
| 3.3.4 bio F、bio B基因转录起始位点的确定 |
| 3.3.5 BirA蛋白不具有调控生物素合成的功能 |
| 3.3.6 bioX基因与生物素合成启动子结合 |
| 3.3.7 bioX基因作为抑制子调控生物素相关基因合成 |
| 3.3.8 BioX蛋白调控抑制生物素合成与生物素有关 |
| 3.3.9 缺失株、回复株构建结果 |
| 3.3.10 Yb2Δbio X缺失株致病力减弱 |
| 3.3.11 Yb2Δbio X缺失株不影响细菌生长 |
| 3.4 讨论 |
| 第四章 硫酯酶 AS87_RS06700 基因缺失株生物学特性分析 及鉴定 |
| 4.1 材料 |
| 4.1.1 菌株、质粒、细胞和培养条件 |
| 4.1.2 主要仪器设备及试剂 |
| 4.1.3 抗生素及使用浓度 |
| 4.1.4 主要试剂的配制 |
| 4.1.5 引物设计 |
| 4.2 实验方法 |
| 4.2.1 缺失株、回复株的构建 |
| 4.2.2 生长曲线的测定 |
| 4.2.3 质粒的构建 |
| 4.2.4 蛋白表达纯化 |
| 4.2.5 酶活测定 |
| 4.2.6 疏水性测定 |
| 4.2.7 抵抗力测定 |
| 4.2.8 黏附入侵 |
| 4.2.9 致病性测定 |
| 4.2.9.1 LD_(50)测定 |
| 4.2.9.2 血液载菌量测定 |
| 4.3 实验结果 |
| 4.3.1 原核表达质粒的构建 |
| 4.3.2 菌株构建结果 |
| 4.3.3 蛋白表达纯化 |
| 4.3.4 酶活测定 |
| 4.3.5 Yb2ΔAS87_RS06700 突变株黏附入侵能力减弱 |
| 4.3.6 Yb2ΔAS87_RS06700 突变株对去污剂、消毒剂的抵抗力减弱 |
| 4.3.7 Yb2ΔAS87_RS06700 突变株疏水性增强 |
| 4.3.8 Yb2ΔAS87_RS06700 突变株生长速度变快 |
| 4.3.9 Yb2ΔAS87_RS06700 致病性无明显减弱 |
| 4.4 讨论 |
| 第五章 结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简历 |
（2）基于CRISPR序列分型的鸭疫里默氏杆菌疫苗菌株筛选方法的建立及应用（论文提纲范文）
| 缩略词 |
| 摘要 |
| ABSTRACT |
| 第一章 绪论 |
| 1.1 鸭疫里默氏杆菌特性 |
| 1.1.1 病原学 |
| 1.1.2 流行概况 |
| 1.1.3 致病机理 |
| 1.1.4 耐药机制 |
| 1.1.5 免疫应答 |
| 1.2 鸭疫里默氏杆菌分型 |
| 1.2.1 血清型分型 |
| 1.2.2 分子分型 |
| 1.3 CRISPR序列分型研究进展 |
| 1.3.1 CRISPR起源及特征 |
| 1.3.2 CRISPR分型进展 |
| 1.4 疫苗菌株筛选方法 |
| 1.5 总结 |
| 第二章 RA培养鉴定 |
| 2.1 材料 |
| 2.1.1 菌株 |
| 2.1.2 试剂及培养基配置 |
| 2.1.3 仪器 |
| 2.2 方法 |
| 2.2.1 细菌复苏及培养 |
| 2.2.2 结晶紫染色 |
| 2.2.3 PCR鉴定 |
| 2.2.4 血清型鉴定 |
| 2.2.5 组织病变 |
| 2.2.6 病理组织切片观察 |
| 2.3 结果与分析 |
| 2.3.1 细菌复苏培养 |
| 2.3.2 结晶紫染色 |
| 2.3.3 PCR鉴定 |
| 2.3.4 血清型鉴定 |
| 2.3.5 组织病变 |
| 2.3.6 病理组织切片观察 |
| 2.4 讨论 |
| 第三章 以RA的 CRISPR序列为识别标签 |
| 3.1 材料 |
| 3.1.1 菌株 |
| 3.1.2 试剂及培养基配置 |
| 3.1.3 仪器 |
| 3.1.4 软件 |
| 3.1.5 PCR引物 |
| 3.2 方法 |
| 3.2.1 细菌复苏及培养 |
| 3.2.2 细菌基因组DNA提取 |
| 3.2.3 PCR反应 |
| 3.2.4 琼脂糖凝胶电泳 |
| 3.3 结果 |
| 3.4 讨论 |
| 第四章 建立RA混合菌株攻毒感染模型 |
| 4.1 材料 |
| 4.2 方法 |
| 4.2.1 建立攻毒模型 |
| 4.2.2 细菌复苏及培养 |
| 4.2.3 活菌计数 |
| 4.2.4 菌液稀释 |
| 4.2.5 混合感染及分离RA |
| 4.2.6 细菌培养 |
| 4.2.7 基因组提取 |
| 4.2.8 PCR及电泳 |
| 4.2.9 胶回收及测序 |
| 4.3 结果与分析 |
| 4.3.1 不同时间梯度分离RA情况 |
| 4.3.2 PCR反应 |
| 4.3.3 CRISPR序列分析 |
| 4.3.4 筛选效率分析 |
| 4.4 讨论 |
| 4.4.1 攻毒模型建立依据 |
| 4.4.2 确定混合攻毒感染后分离RA的最佳时间 |
| 4.4.3 筛选效率分析 |
| 第五章 Ⅰ型RA菌株混合感染-筛选试验 |
| 5.1 A组筛选试验 |
| 5.1.1 材料 |
| 5.1.2 方法 |
| 5.1.3 结果与分析 |
| 5.2 B组筛选试验 |
| 5.2.1 材料 |
| 5.2.2 方法 |
| 5.2.3 结果与分析 |
| 5.3 C组筛选试验 |
| 5.3.1 材料 |
| 5.3.2 方法 |
| 5.3.3 结果与分析 |
| 5.4 D组筛选试验 |
| 5.4.1 材料 |
| 5.4.2 方法 |
| 5.4.3 结果与讨论 |
| 5.5 讨论 |
| 第六章 探究RA优势菌种特性 |
| 6.1 优势菌株LD_(50)测定 |
| 6.2 各组优势菌株混合感染-筛选试验 |
| 6.2.1 材料 |
| 6.2.2 方法 |
| 6.3 RA菌株耐药性 |
| 6.4 结果与分析 |
| 6.4.1 优势菌株LD_(50)测定 |
| 6.4.2 各组优势菌株混合感染-筛选试验分析 |
| 6.4.3 RA菌株耐药性分析 |
| 6.5 讨论 |
| 6.5.1 优势菌种与毒力间的关系 |
| 6.5.2 优势菌种与耐药性的联系 |
| 第七章 全文总结 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
（3）鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体的制备及其免疫胶体金检测试纸条研制（论文提纲范文）
| 摘要 |
| abstract |
| 第一章 绪论 |
| 1.1 鸭疫里默氏杆菌及其流行病学 |
| 1.1.1 鸭疫里默氏杆菌概述 |
| 1.1.2 流行病学 |
| 1.1.3 鸭疫里默氏杆菌的毒力因子 |
| 1.2 鸭疫里默氏杆菌检测技术的研究 |
| 1.2.1 血清学诊断方法 |
| 1.2.2 分子生物学检测技术 |
| 1.3 免疫胶体金快速检测技术的概述 |
| 1.3.1 胶体金的概述 |
| 1.3.2 免疫胶体金的概述 |
| 1.3.3 免疫胶体金检测技术 |
| 1.3.4 胶体金免疫层析法 |
| 1.3.5 胶体金免疫层析技术的应用 |
| 1.4 目的和意义 |
| 第二章 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体的制备 |
| 2.1 材料 |
| 2.1.1 菌株、实验动物及细胞系 |
| 2.1.2 主要仪器设备及试剂 |
| 2.1.3 所需溶液配制 |
| 2.1.4 实验引物设计 |
| 2.2 方法 |
| 2.2.1 小鼠免疫 |
| 2.2.2 骨髓瘤细胞准备 |
| 2.2.3 脾淋巴细胞的准备 |
| 2.2.4 饲养细胞的制备 |
| 2.2.5 细胞融合 |
| 2.2.6 杂交瘤细胞的筛选及亚克隆 |
| 2.2.7 杂交瘤细胞株的亚型鉴定 |
| 2.2.8 鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体腹水的制备 |
| 2.2.9 鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体的鉴定 |
| 2.2.10 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体腹水的纯化 |
| 2.3 结果 |
| 2.3.1 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体的制备及鉴定 |
| 2.3.2 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体亚型鉴定 |
| 2.3.3 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体腹水效价 |
| 2.3.4 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体的染色体分析 |
| 2.3.5 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体特异性 |
| 2.3.6 鸭疫里默氏杆菌单克隆抗体的纯化 |
| 2.4 讨论 |
| 小结 |
| 第三章 鸭疫里默氏杆菌免疫胶体金检测试纸条的研制 |
| 3.1 材料 |
| 3.1.1 菌株 |
| 3.1.2 主要仪器与试剂 |
| 3.1.3 培养基与缓冲液配制 |
| 3.2 方法 |
| 3.2.1 金溶液的制备及鉴定 |
| 3.2.2 胶体金标记蛋白的标记条件摸索及鉴定 |
| 3.2.3 反应体系的组合筛选 |
| 3.2.4 免疫胶体金试纸条组装及反应条件优化 |
| 3.2.5 免疫胶体金试纸条的性状评价 |
| 3.3 结果 |
| 3.3.1 金溶液的制备及鉴定 |
| 3.3.2 胶体金标记蛋白的标记条件摸索及鉴定 |
| 3.3.3 反应条件的优化 |
| 3.3.4 免疫胶体金试纸条的性状评价 |
| 3.4 讨论 |
| 小结 |
| 第四章 鸭疫里默氏杆菌免疫胶体金检测试剂条的临床应用 |
| 4.1 材料 |
| 4.1.1 菌株及实验动物 |
| 4.1.2 主要仪器及材料 |
| 4.2 方法 |
| 4.2.1 实验感染鸭的样品检测 |
| 4.2.2 临床动物样品检测 |
| 4.3 结果 |
| 4.3.1 实验感染鸭的样品检测 |
| 4.3.2 临床样品检测 |
| 4.4 讨论 |
| 小结 |
| 第五章 全文总结 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简历 |
（4）鸭疫里默氏菌CH-2株G1481936基因功能研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| ABSTRACT |
| 缩略词表 |
| 第1章 文献综述 |
| 1.1 鸭疫里默氏菌概述 |
| 1.2 鸭疫里默氏菌病原学 |
| 1.3 鸭疫里默氏菌血清型 |
| 1.4 鸭疫里默氏菌的毒力因子 |
| 1.5 双组份系统的研究进展 |
| 1.5.1 双组份系统的调控机制 |
| 1.5.2 双组份系统调控细菌的毒力及耐药 |
| 1.5.3 双组份系统作为药物靶点 |
| 1.6 研究目的与意义 |
| 第2章 G148_1936 基因功能研究 |
| 2.1 试验材料 |
| 2.1.1 菌株及培养条件 |
| 2.1.2 实验动物 |
| 2.1.3 主要试剂及配制 |
| 2.1.4 主要仪器设备 |
| 2.1.5 软件 |
| 2.1.6 PCR引物 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 鸭疫里默氏菌中双组份系统的分布 |
| 2.2.2 突变株的构建 |
| 2.2.3 G148-1936 基因缺失株的互补株的构建 |
| 2.2.4 G148-1936 基因的功能研究 |
| 2.3 试验结果 |
| 2.3.1 鸭疫里默氏菌中双组份系统分布 |
| 2.3.2 基因缺失株RA-CH-2ΔG148-1936 的构建 |
| 2.3.3 基因缺失株的回补株的构建 |
| 2.3.4 G148-1936 基因缺失株的功能研究 |
| 2.4 讨论 |
| 2.5 小结 |
| 第3章 转录组测序分析 |
| 3.1 材料 |
| 3.1.1 菌株 |
| 3.1.2 主要试剂 |
| 3.1.3 主要仪器 |
| 3.1.4 荧光定量引物 |
| 3.2 试验方法 |
| 3.2.1 测序样品的准备 |
| 3.2.2 测序流程 |
| 3.2.3 生物信息分析 |
| 3.2.4 转录组数据验证 |
| 3.3 转录组结果 |
| 3.3.1 原始数据以及数据产出统计 |
| 3.3.2 参考基因组比对 |
| 3.3.3 基因组装与结构预测 |
| 3.3.4 差异表达基因分析 |
| 3.3.5 转录组数据验证 |
| 3.4 讨论 |
| 3.5 小结 |
| 第4章 总结与展望 |
| 参考文献 |
| 附录 |
| 致谢 |
| 作者简历 |
（5）鸭疫里默氏菌荚膜合成基因wza及wzc功能初探（论文提纲范文）
| 中文摘要 |
| Abstract |
| 英文缩略词表 |
| 第一章 文献综述 |
| 1 鸭疫里氏菌病 |
| 2 细菌荚膜 |
| 2.1 荚膜结构 |
| 2.2 荚膜合成途径 |
| 2.3 荚膜致病性 |
| 2.3.1 抵抗宿主补体系统的杀伤作用 |
| 2.3.2 抗吞噬作用 |
| 2.3.3 耐干燥 |
| 2.3.4 黏附 |
| 2.4 RA荚膜 |
| 3 革兰阴性菌多糖共聚酶蛋白 |
| 3.1 细菌表面多糖 |
| 3.2 革兰阴性菌CPS、LPS和EPS的组装机制 |
| 3.3 多糖共聚酶蛋白家族蛋白 |
| 3.4 参与荚膜多糖合成相关的PCP |
| 3.5 参与LPS合成相关的PCP |
| 3.6 参与EPS合成相关的PCP |
| 4 选题目的与意义 |
| 第二章 鸭疫里默氏菌wza、wzc单/双基因缺失株构建及其特性研究 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 菌株、质粒 |
| 1.2 试剂 |
| 1.3 主要试剂的配制 |
| 1.3.1 培养基的配制 |
| 1.3.2 常规试剂配制 |
| 1.3.3 SDS-PAGE试剂的配制 |
| 1.3.4 多糖银染试剂配制 |
| 1.4 仪器设备 |
| 1.5 引物 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 生物信息学分析 |
| 2.2 RA的wzc基因及wzac双基因缺失株构建 |
| 2.2.1 RACH-1株基因组提取 |
| 2.2.2 同源左臂L、右臂R、壮观霉素spc片段的扩增及融合 |
| 2.2.3 pRE112-LSR重组质粒的构建 |
| 2.2.4 wzc基因及wzac双基因缺失株的筛选 |
| 2.2.5 wzc基因及wzac双基因缺失株的PCR鉴定 |
| 2.3 wza及wzc基因缺失回补株构建 |
| 2.3.1 wza基因缺失回补株(cRACH-Δwza)株构建 |
| 2.3.2 wzc基因缺失回补株(cRACH-1Δwzc)株构建 |
| 2.4 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株菌落形态 |
| 2.5 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株生长曲线 |
| 2.6 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株黏液特性 |
| 2.6.1 菌体离心试验 |
| 2.6.2 拉丝试验 |
| 2.7 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株荚膜染色 |
| 2.8 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株电镜观察 |
| 2.9 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株荚膜银染 |
| 2.10 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株浮力密度 |
| 2.11 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株耐干燥能力 |
| 2.12 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株抗氧化能力 |
| 2.13 统计方法 |
| 3 试验结果 |
| 3.1 RACH-1株wzc基因及其编码的蛋白生物信息学分析 |
| 3.1.1 RACH-1株荚膜多糖基因簇预测 |
| 3.1.2 RAwzc基因特征分析 |
| 3.1.3 RAWzc蛋白特征分析 |
| 3.2 RACH-1Δwzc株和RACH-1Δwzac株的构建 |
| 3.2.1 LSRwzc和LSRwzac的扩增及融合 |
| 3.2.2 pRE112-LSRwzc和pRE112-LSRwzac自杀质粒的构建 |
| 3.2.3 RACH-1Δwzc株和RACH-1Δwzac株鉴定 |
| 3.3 cRACH-1Δwza株和cRACH-1Δwzc株的构建 |
| 3.3.1 cRACH-1Δwza株的构建 |
| 3.3.2 cRACH-1Δwzc株构建 |
| 3.4 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株菌落形态 |
| 3.5 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株生长曲线 |
| 3.6 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株黏液特性 |
| 3.7 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株荚膜染色 |
| 3.8 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株荚膜结构 |
| 3.9 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株荚膜鉴定 |
| 3.10 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株浮力密度 |
| 3.11 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株耐干燥 |
| 3.12 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株抗氧化 |
| 4 讨论 |
| 第三章 wza或wzc基因缺失对RA表面性质的影响 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 菌株 |
| 1.2 试剂 |
| 1.3 试剂配制 |
| 1.4 仪器设备 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 表面疏水性 |
| 2.2 自凝集试验 |
| 2.3 生物膜形成能力测定 |
| 2.3.1 试管法 |
| 2.3.2 96孔细胞培养板法 |
| 2.4 统计方法 |
| 3 试验结果 |
| 3.1 wza和wzc基因缺失对RA表面疏水性的影响 |
| 3.2 wza或wzc基因缺失对RA自凝集能力的影响 |
| 3.3 wza或wzc基因缺失对RA生物膜形成的影响 |
| 4 讨论 |
| 第四章 wza或wzc基因缺失对RA致病力的影响 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 菌株 |
| 1.2 试剂 |
| 1.3 主要试剂的配制 |
| 1.4 仪器设备 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株的Vero细胞黏附、入侵 |
| 2.2 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株LD50测定 |
| 2.3 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株的感染鸭的血液载菌量 |
| 2.4 病理组织切片检测 |
| 2.5 血清杀菌试验 |
| 2.5.1 血清制备 |
| 2.5.2 抗血清杀伤 |
| 2.6 补体对RA的杀伤途径的探究 |
| 2.7 统计方法 |
| 3 试验结果 |
| 3.1 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株黏附、入侵 |
| 3.2 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株的LD50 |
| 3.3 RA野生株、wza和wzc缺失/回补株、wzac缺失株感染鸭的血液载菌量 |
| 3.4 临床症状及病理组织学观察 |
| 3.5 血清杀菌试验 |
| 3.6 补体对RA的杀伤效果 |
| 4 讨论 |
| 第五章 Wzc蛋白的酪氨酸磷酸化及Wzc与Wza互作初探 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 菌株及引物 |
| 1.2 试剂及配制 |
| 1.2.1 试剂 |
| 1.2.2 主要试剂的配制 |
| 1.3 仪器设备 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 Wzc蛋白的酪氨酸磷酸化位点研究 |
| 2.1.1 截短WzcE521-F790、WzcE521-F765蛋白原核表达质粒构建 |
| 2.1.2 诱导表达 |
| 2.1.3 Westernblot |
| 2.2 Wza及Wzc相互作用研究 |
| 2.2.1 Wza、Wzc和Wza-Wzc原核表达 |
| 2.2.2 化学交联 |
| 2.2.3 Westernblot |
| 3 试验结果 |
| 3.1 RAWzc蛋白的酪氨酸磷酸化位点 |
| 3.1.1 截短WzcE521-F790、WzcE521-F765蛋白原核表达质粒构建 |
| 3.1.2 截短蛋白WzcE521-F765和WzcE521-F790的表达 |
| 3.1.3 Wzc蛋白的酪氨酸磷酸化位点测定 |
| 3.2 Wza与Wzc相互作用 |
| 4 讨论 |
| 结论 |
| 本文创新点 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简历 |
（6）鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）生产工艺的研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| ABSTRACT |
| 第一篇 文献综述 |
| 第一章 鸭传染性浆膜炎、鸭大肠杆菌病疫苗研究进展 |
| 1 鸭传染性浆膜炎的血清型 |
| 2 鸭大肠杆菌病的血清型 |
| 3 鸭传染性浆膜炎、鸭大肠杆菌病疫苗概况 |
| 3.1 鸭传染性浆膜炎疫苗 |
| 3.2 大肠杆菌病疫苗 |
| 4 兽用灭活疫苗生产工艺现状 |
| 4.1 抗原浓缩工艺 |
| 4.2 超滤浓缩方法 |
| 4.3 连续离心沉降法 |
| 4.4 灭活工艺研究 |
| 第二篇 试验内容 |
| 第二章 鸭疫里氏杆菌、大肠杆菌培养基优选 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 试验用菌株 |
| 1.2 培养基 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 培养基配制 |
| 2.2 菌种复苏 |
| 2.3 接种培养 |
| 2.4 活菌计数 |
| 3 实验结果 |
| 3.1 CZ12株的增菌培养情况 |
| 3.2 SH株的增菌培养情况 |
| 4 讨论 |
| 第三章 鸭疫里氏杆菌、大肠杆菌发酵罐培养工艺研究 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 试验用菌株 |
| 1.2 培养基 |
| 1.3 试剂 |
| 1.4 设备 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 鸭疫里氏杆菌(CZ12株)的发酵罐培养 |
| 2.2 大肠杆菌(SH株)的发酵罐培养 |
| 3 试验结果 |
| 3.1 CZ12株的发酵罐培养结果 |
| 3.1.1 种子接种量的确定 |
| 3.1.2 连续培养菌液计数结果 |
| 3.1.3 PH值变化曲线 |
| 3.2 SH株的发酵罐培养结果 |
| 4 讨论 |
| 4.1 CZ12株的发酵罐培养工艺 |
| 4.2 SH株的发酵罐培养工艺 |
| 第四章 鸭疫里氏杆菌、大肠杆菌抗原浓缩工艺研究 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 生产与试验用菌株 |
| 1.2 培养基 |
| 1.3 试剂 |
| 1.4 设备 |
| 1.5 消毒液与清洗液 |
| 1.6 试验动物 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 干粉培养基制备 |
| 2.2 抗原液的制备 |
| 2.3 浓缩 |
| 2.4 灭活 |
| 2.5 疫苗的制备 |
| 2.6 疫苗的检验 |
| 3 实验结果 |
| 3.1 CZ12株和SH株菌液的生产和浓缩情况 |
| 3.2 疫苗制备 |
| 3.3 疫苗的检验 |
| 4 讨论 |
| 第五章 鸭疫里氏杆菌、大肠杆菌抗原灭活条件研究 |
| 1 试验材料 |
| 1.1 抗原 |
| 1.2 培养基 |
| 1.3 试剂 |
| 2 试验方法 |
| 2.1 抗原灭活 |
| 2.2 灭活检验 |
| 3 试验结果 |
| 3.1 CZ12株抗原的灭活 |
| 3.2 SH株抗原的灭活 |
| 4 讨论 |
| 全文总结 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
（7）鸭疫里默氏杆菌双重PCR方法的建立及50S L27转座子插入突变株的部分生物学特性分析（论文提纲范文）
| 中文摘要 |
| Abstract |
| 1 前言 |
| 1.1 鸭疫的研究 |
| 1.1.1 病原介绍 |
| 1.1.2 血清型及检测方法 |
| 1.1.3 鸭疫PCR检测方法 |
| 1.1.4 毒力因子研究进展 |
| 1.1.4.1 外膜蛋白A |
| 1.1.4.2 TonB依赖受体 |
| 1.1.4.3 铁载体相互作用蛋白 |
| 1.1.4.4 辅溶血素和溶血素 |
| 1.1.4.5 其他可能与鸭疫里默是杆菌相关毒力蛋白 |
| 1.2 细菌的耐药性研究 |
| 1.2.1 抗生素的主要作用机理 |
| 1.2.2 细菌耐药性的产生机制 |
| 1.2.3 细菌耐药性的遗传机制 |
| 1.2.4 细菌耐药性的检测方法 |
| 1.3 基因盒-整合子系统 |
| 1.4 细菌卡那霉素的耐药机制 |
| 1.5 50S核糖体蛋白质L27 |
| 2 材料和方法 |
| 2.1 试验材料 |
| 2.1.1 供试菌株及病料样品 |
| 2.1.2 载体和酶 |
| 2.1.2 主要试剂 |
| 2.1.3 主要培养基和溶液 |
| 2.1.4 主要仪器 |
| 2.1.5 抗生素 |
| 2.1.6 引物的设计 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 鸭疫里默氏杆菌16S rRNA和dnaB基因的双重PCR方法建立 |
| 2.2.1.1 基于16S rRNA和danB单重PCR检测鸭疫里默氏杆菌 |
| 2.2.1.2 双重PCR反应体系及条件的优化 |
| 2.2.1.3 双重PCR特异性试验 |
| 2.2.1.4 双重PCR敏感性试验 |
| 2.2.1.5 双重PCR重复性试验 |
| 2.2.1.6 临床样品的检测 |
| 2.2.2 贵州大学鸭疫里默氏杆菌双重PCR、血清型鉴定和药敏试验 |
| 2.2.2.1 血清型鉴定 |
| 2.2.2.2 血清型鉴定 |
| 2.2.2.3 kana药敏片鉴定 |
| 2.2.3 Yb2株转座子突变库的构建及卡那霉素耐药基因的筛选鉴定 |
| 2.2.3.1 细菌培养及PEP4351转入BW19851 |
| 2.2.3.2 鸭疫里默氏杆菌Yb2株和大肠杆菌E.coli BW-19851药敏试验 |
| 2.2.3.3 多粘霉素和红霉素对Yb2株和E.coli BW-19851的MIC测定 |
| 2.2.3.4 接合转导 |
| 2.2.3.5 鉴定缺失Kana抗性突变株 |
| 2.2.3.6 基因组模板的制备 |
| 2.2.3.7 转座子插入位点鉴定 |
| 2.2.4 构建突变株DK-2的回复株 |
| 2.2.4.1 感受态细胞的制备 |
| 2.2.4.2 高保真扩增DK-2的11-50S基因 |
| 2.2.4.3 重组质粒提取 |
| 2.2.4.4 酶切 |
| 2.2.4.5 目的片段的回收 |
| 2.2.4.6 构建回复质粒 |
| 2.2.4.7 突变株DK-2回复株的筛选 |
| 2.2.4.8 检测DK-2、cDK-2和Yb2的最小抑菌浓度（MIC）的测定 |
| 2.2.4.9 检测DK-2、cDK-2和Yb2的生长曲线的测定 |
| 2.2.4.10 检测DK-2、cDK-2和Yb2的生长曲线的药敏试验的测定 |
| 3 结果与分析 |
| 3.1 鸭疫里默氏杆菌16S rRNA和dnaB基因的双重PCR结果 |
| 3.1.1 基于16S rRNA或danB单重PCR检测鸭疫里默氏杆菌结果 |
| 3.1.2 双重PCR反应条件优化结果 |
| 3.1.3 双重PCR方法特异性结果 |
| 3.1.4 双重PCR方法敏感性试验 |
| 3.1.5 双重PCR方法重复性试验 |
| 3.1.6 临床样品的检测结果 |
| 3.2 贵州大学鸭疫里默氏杆菌双重PCR、血清型鉴定和药敏试验结果 |
| 3.3 Yb2转座子随机插入卡那霉素耐药基因的筛选鉴定 |
| 3.3.1 鸭疫里默氏杆菌Yb2株和大肠杆菌E.coli BW-19851药敏试验结果 |
| 3.3.2 Yb2株和E.coli BW-19851对红霉素和多粘菌素B的MIC测定 |
| 3.3.3 转座子插入的阳性突变株PCR鉴定 |
| 3.3.4 Genome Walking结果 |
| 3.3.5 插入位点序列分析结果 |
| 3.4 突变株DK-2的回复株构建结果 |
| 3.4.1 DK21150S基因的克隆 |
| 3.4.2 回复质粒的鉴定 |
| 3.4.3 缺失突变株回复株鉴定 |
| 3.4.4 DK-2、cDK-2和Yb2的对卡那霉素最小抑菌浓度（MIC）的测定 |
| 3.4.6 检测突变株、回复株和野生株的药敏试验结果 |
| 4 讨论 |
| 4.1 鸭疫里默氏杆菌16S rRNA和dnaB基因的双重PCR方法 |
| 4.2 贵州大学鸭疫里默氏杆菌血清型鉴定和药敏试验 |
| 4.3 Yb2转座子随机插入卡那霉素耐药基因的筛选 |
| 5 结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 攻读学位期间发表论文情况 |
（8）两株鹅源鸭疫里默氏杆菌的分离鉴定及生物学特性研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| Abstract |
| 主要符号列表 |
| 文献综述 |
| 1 引言 |
| 2 材料与方法 |
| 2.1 试验材料 |
| 2.2 试验方法 |
| 3 结果 |
| 3.1 致病菌分离培养特性及形态学观察 |
| 3.2 生化试验结果 |
| 3.3 药敏试验结果 |
| 3.4 16SrRNA PCR鉴定结果 |
| 3.5 血清型鉴定 |
| 3.6 ompA基因检测方法建立 |
| 3.7 生长曲线测定 |
| 3.8 分离菌株耐受性试验结果 |
| 3.9 分离菌株半数致死量测定结果 |
| 3.10 交叉免疫保护试验结果 |
| 4 讨论 |
| 4.1 安徽省鸭疫里默氏杆菌病的流行病学 |
| 4.2 鸭疫里默氏杆菌杆菌病的鉴别诊断 |
| 4.3 15型RA的耐药性分析 |
| 4.4 制备弱毒疫苗菌株的初步筛选 |
| 结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简介 |
| 在读期间发表论文 |
（9）鸭疫里默氏杆菌毒力相关基因突变株的构建及其生物学特性研究（论文提纲范文）
| 摘要 |
| Abstract |
| 图标清单 |
| 英文缩略表 |
| 第一章 引言 |
| 1.1 概述 |
| 1.1.1 病原学 |
| 1.1.2 血清型 |
| 1.2 全基因组序列的发表 |
| 1.3 毒力因子 |
| 1.4 Acyl-protein synthetases和Acyl transferase的研究进展 |
| 1.4.1 Lux操纵子的概述 |
| 1.4.2 发光细菌中luxE基因的研究进展 |
| 1.4.3 脂多糖酰基化与免疫应答的关系 |
| 1.5 展望 |
| 第二章 鸭疫里默氏杆菌10个基因在菌株中的分布及序列分析 |
| 2.1 材料与方法 |
| 2.1.1 材料 |
| 2.1.2 基因选择、引物设计与合成 |
| 2.2 试验方法 |
| 2.2.1 测定10个基因在RA菌株中的分布情况 |
| 2.2.2 PCR产物的纯化与克隆 |
| 2.2.3 序列分析和系统进化树的建立 |
| 2.3 结果 |
| 2.3.1 10个基因在RA菌株中的分布情况 |
| 2.3.2 PCR产物的克隆和鉴定 |
| 2.3.3 序列测定与分析 |
| 2.3.4 系统进化树的绘制 |
| 2.4 讨论 |
| 第三章 鸭疫里默氏杆菌LUXE基因缺失株的构建及生物学特性分析 |
| 3.1 材料 |
| 3.1.1 菌株和培养条件 |
| 3.1.2 主要酶、载体及试剂 |
| 3.1.3 主要培养基及缓冲液的配制 |
| 3.1.4 抗生素及使用浓度 |
| 3.1.5 主要仪器设备 |
| 3.1.6 PCR引物 |
| 3.2 试验方法 |
| 3.2.1 提取鸭疫里默氏杆菌Yb2株基因组 |
| 3.2.2 鸭疫里默氏杆菌Yb2株luxE基因的克隆及测序 |
| 3.2.3 鸭疫里默氏杆菌Yb2 luxE基因同源性左右臂片段的克隆 |
| 3.2.4 壮观霉素抗性基因(Spc)的扩增与序列测定 |
| 3.2.5 重组质粒pGEM-T easy-luxE-L-Spc-R的构建 |
| 3.2.6 自杀性重组质粒pDS132-luxE-LSR的构建 |
| 3.2.7 鸭疫里默氏杆菌Yb2株△luxE基因缺失株的筛选及鉴定 |
| 3.2.8 鸭疫里默氏杆菌Yb2△luxE基因缺失株的基因互补试验 |
| 3.2.9 检测luxE基因缺失对上下游基因的影响 |
| 3.2.10 鸭疫里默氏杆菌Yb2△luxE以及cYb2△luxE的生物学特性研究 |
| 3.3 试验结果 |
| 3.3.1 鸭疫里默氏杆菌Yb2 luxE基因同源性左右臂片段的克隆 |
| 3.3.2 壮观霉素抗性基因(Spc)的扩增 |
| 3.3.3 重组质粒pGEM-T easy-LSR的构建 |
| 3.3.4 自杀性重组质粒pDS132-luxE-LSR |
| 3.3.5 Yb2△luxE基因缺失株的筛选及鉴定 |
| 3.3.6 Yb2△luxE基因缺失株的基因互补试验 |
| 3.3.7 荧光定量检测luxE基因缺失对上下游基因的影响 |
| 3.3.8 鸭疫里默氏杆菌Yb2△luxE以及cYb2△luxE的生物学特性研究 |
| 3.4 讨论 |
| 全文结论 |
| 参考文献 |
| 致谢 |
| 作者简历 |
（10）鸭疫里默氏菌制苗菌株筛选及大罐发酵培养工艺条件优化（论文提纲范文）
| 中文摘要 |
| Abstract |
| 英文缩写词表 |
| 前言 |
| 第一篇 文献综述 |
| 第一章 鸭疫里默氏菌病原学及流行病学研究进展 |
| 1 病原的命名与分类地位 |
| 2 鸭疫里默氏菌的生物学特点 |
| 3 鸭疫里默氏菌的血清学研究 |
| 4 鸭疫里默氏菌病防治研究 |
| 第二章 鸭疫里默氏菌检测方法研究进展 |
| 1 病原学检测技术 |
| 2 血清学检测技术 |
| 3 分子生物学检测技术 |
| 4 蛋白质组学研究 |
| 第三章 高密度发酵培养研究进展 |
| 1 发酵方式的研究 |
| 2 影响高密度发酵因素 |
| 第二篇 研究内容 |
| 第一章 鸭疫里默氏菌分离鉴定及制苗菌株的筛选 |
| 摘要 |
| 1 材料与方法 |
| 2 结果 |
| 3 分析与讨论 |
| 4 小结 |
| 第二章 鸭疫里默氏菌液体增菌培养基的筛选及优化 |
| 摘要 |
| 1 材料与方法 |
| 2 结果 |
| 3 分析与讨论 |
| 4 小结 |
| 第三章 鸭疫里默氏菌大罐发酵培养工艺优化及验证 |
| 摘要 |
| 1 材料与方法 |
| 2 结果 |
| 3 分析与讨论 |
| 4 小结 |
| 结论 |
| 参考文献 |
| 导师简介 |
| 作者简介及攻读硕士学位期间发表论文 |
| 后记与致谢 |
四、血清8型鸭疫里墨氏杆菌在我国的发现及其病原特性研究（论文参考文献）
- [1]鸭疫里默氏杆菌生物素合成相关基因的鉴定及功能研究[D]. 任晓梅. 中国农业科学院, 2021
- [2]基于CRISPR序列分型的鸭疫里默氏杆菌疫苗菌株筛选方法的建立及应用[D]. 邢娟娟. 河北科技师范学院, 2020(12)
- [3]鸭疫里默氏杆菌OmpA单克隆抗体的制备及其免疫胶体金检测试纸条研制[D]. 韩文龙. 中国农业科学院, 2020(01)
- [4]鸭疫里默氏菌CH-2株G1481936基因功能研究[D]. 万建邦. 四川农业大学, 2019(01)
- [5]鸭疫里默氏菌荚膜合成基因wza及wzc功能初探[D]. 易海波. 四川农业大学, 2018(02)
- [6]鸭传染性浆膜炎、大肠杆菌病二联灭活疫苗（CZ12株+SH株）生产工艺的研究[D]. 魏新秀. 南京农业大学, 2018(07)
- [7]鸭疫里默氏杆菌双重PCR方法的建立及50S L27转座子插入突变株的部分生物学特性分析[D]. 丁云竹. 山东农业大学, 2017(01)
- [8]两株鹅源鸭疫里默氏杆菌的分离鉴定及生物学特性研究[D]. 姜安安. 安徽农业大学, 2015(05)
- [9]鸭疫里默氏杆菌毒力相关基因突变株的构建及其生物学特性研究[D]. 岳嘉苹. 中国农业科学院, 2014(11)
- [10]鸭疫里默氏菌制苗菌株筛选及大罐发酵培养工艺条件优化[D]. 王艳. 吉林大学, 2013(04)